Early life history studies of Yellowfin tuna, Thunnus albacares. I. Food selection of Yellowfin tuna, Thunnus albacares, larvae reared in the laboratory. II. Age validation and growth of Yellowfin tuna, Thunnus albacares, larvae reared in the laboratory

English:Food selection of first-feeding yellowfin tuna larvae was studied in the laboratory during October1992. The larvae were hatched from eggs obtained by natural spawning of yellowfin adults held in seapens adjacent to Ishigaki Island, Okinawa Prefecture, Japan. The larvae were fed mixed-prey assemblagesconsisting of size-graded wild zooplankton and cultured rotifers.Yellowfin larvae were found to be selective feeders during the first four days of feeding. Copepodnauplii dominated the diet numerically, by frequency of occurrence and by weight. The relative importanceof juvenile and adult copepods (mostly cyclopoids) in the diet increased over the 4-day period.Rotifers, although they comprised 31 to 40 percent of the available forage, comprised less than 2.1 percentof the diet numerically. Prey selection indices were calculated taking into account the relativeabundances of prey, the swimming speeds of yellowfin larvae and their prey, and the microscale influenceof turbulence on encounter rates. Yellowfin selected for copepod nauplii and against rotifers, andconsumed juvenile and adult copepods in proportion to their abundances.Yellowfin larvae may select copepod nauplii and cyclopoid juveniles and adults based on the sizeand discontinuous swimming motion of these prey. Rotifers may not have been selected because theywere larger or because they exhibit a smooth swimming pattern. The best initial diet for the culture ofyellowfin larvae may be copepod nauplii and cyclopoid juveniles and adults, due to the size, swimmingmotion, and nutritional content of these prey. If rotifers alone are fed to yellowfin larvae, the rotifersshould be enriched with a nutritional supplement that is high in unsaturated fatty acids.Mouth size of yellowfin larvae increases rapidly within the first few days of feeding, which minimizeslimitations on feeding due to prey size. Although yellowfin larvae initiate feeding on relativelysmall prey, they rapidly acquire the ability to add relatively large, rare prey items to the diet. This modeof feeding may be adaptive for the development of yellowfin larvae, which have high metabolic ratesand live in warm mixed-layer habitats of the tropical and subtropical Pacific. Our analysis also indicatesa strong potential for the influence of microscale turbulence on the feeding success of yellowfin larvae.---Experiments designed to validate the periodicity of otolith increments and to examine growthrates of yellowfin tuna larvae were conducted at the Japan Sea-Farming Association’s (JASFA) YaeyamaExperimental Station, Ishigaki Island, Japan, in September 1992. Larvae were reared from eggsspawned by captive yellowfin enclosed in a sea pen in the bay adjacent to Yaeyama Station. Resultsindicate that the first increment is deposited within 12 hours of hatching in the otoliths of yellowfin larvae,and subsequent growth increments are formed dailyollowing the first 24 hours after hatching rlarvae up to 16 days of age. Somatic and otolith gwth ras were examined and compared for yolksaca first-feeding larvae reared at constant water tempatures of 26�and 29°C. Despite the morerapid develo of larvae reared at 29°C, growth rates were nnificaifferent between thetwo treatments. Howeve to poor survival after the first four days, it was ssible to examinegrowth rates beyond the onset of first feeding, when growth differences may become more apparent.Somatic and otolith growth were also examined for larvae reared at ambient bay water temperaturesduring the first 24 days after hatching. timates of laboratory growth rates were come topreviously reported values for laboratory-reared yelllarvae of a similar age range, but were lowerthan growth rates reported for field-collected larvae. The discrepancy between laboratory and fieldgrowth rates may be associated with suboptimal growth conditions in the laboratory.Spanish:Durante octubre de 1992 se estudió en el laboratorio la seleccalimento por larvaúnaleta amarillmera alimentación. Las larvas provinieron de huevos obtenidosel desove naturalde aletas amarillas adultos mantenidos en corrales marinos adyacentes a la Isla Ishigaki, Prefectura deOkinawa (Japón). Se alimentó a las larvas con presas mixtas de zooplancton silvestre clasificado portamaño y rotíferos cultivados.Se descubrió que las larvas de aleta amarilla se alimentan de forma selectiva durante los cuatroprimeros días de alimentación. Los nauplios de copépodo predominaron en la dieta en número, por frecuenciade ocurrencia y por peso. La importancia relativa de copépodos juveniles y adultos (principalmenteciclopoides) en la dieta aumentó en el transcurso del período de 4 días. Los rotíferos, pese a que formabandel 31 al 40% del alimento disponible, respondieron de menos del 2,1% de la dieta en número. Se calcularoníndices de selección de presas tomando en cuenta la abundancia relativa de las presas, la velocidad de nataciónde las larvas de aleta amarilla y de sus presas, y la influencia a microescala de la turbulencia sobrelas tasas de encuentro. Los aletas amarillas seleccionaron a favor de nauplios de copépodo y en contra delos rotíferos, y consumieron copépodos juveniles y adultos en proporción a su abundancia.Es posible que las larvas de aleta amarilla seleccionen nauplios de copépodo y ciclopoides juvenilesy adultos con base en el tamaño y movimiento de natación discontinuo de estas presas. Es posibleque no se hayan seleccionado los rotíferos a raíz de su mayor tamaño o su patrón continuo de natación.Es posible que la mejor dieta inicial para el cultivo de larvas de aleta amarilla sea nauplios decopépodo y ciclopoides juveniles y adultos, debido al tamaño, movimiento de natación, y contenidonutritivo de estas presas. Si se alimenta a las larvas de aleta amarilla con rotíferos solamente, se deberíaenriquecerlos con un suplemento nutritivo rico en ácidos grasos no saturados.El tamaño de la boca de las larvas de aleta amarilla aumenta rápidamente en los primeros pocosdías de alimentación, reduciendo la limitación de la alimentación debida al tamaño de la presa. Pese aque las larvas de aleta amarilla inician su alimentación con presas relativamente pequeñas, se hacen rápidamentecapaces de añadir presas relativamente grandes y poco comunes a la dieta. Este modo de alimentaciónpodría ser adaptivo para el desarrollo de larvas de aleta amarilla, que tienen tasa metabólicasaltas y viven en hábitats cálidos en la capa de mezcla en el Pacífico tropical y subtropical. Nuestroanálisis indica también que la influencia de turbulencia a microescala es potencialmente importantepara el éxito de la alimentación de las larvas de aleta amarilla.---En septiembre de 1992 se realizaron en la Estación Experimental Yaeyama de la Japan Sea-Farming Association (JASFA) en la Isla Ishigaki (Japón) experimentos diseñados para validar la periodicidadde los incrementos en los otolitos y para examinar las tasas de crecimiento de las larvas deatún aleta amarilla. Se criaron las larvas de huevos puestos por aletas amarillas cautivos en un corralmarino en la bahía adyacente a la Estación Yaeyama. Los resultados indican que el primer incrementoes depositado menos de 12 horas después de la eclosión en los otolitos de las larvas de aleta amarilla,y que los incrementos de crecimiento subsiguientes son formados a diario a partir de las primeras 24horas después de la eclosión en larvas de hasta 16 días de edad. Se examinaron y compararon las tasasde crecimiento somático y de los otolitos en larvas en las etapas de saco vitelino y de primera alimentacióncriadas en aguas de temperatura constante entre 26°C y 29°C. A pesar del desarrollo másrápido de las larvas criadas a 29°C, las tasas de crecimiento no fueron significativamente diferentesentre los dos tratamientos. Debido a la mala supervivencia a partir de los cuatro primeros días, no fueposibación, uando lasdiferencias en el crecimiento podrían hacerse más aparentes. Se examinó también el crecimientosomático y de los otolitos para larvas criadas en temperaturas de agua ambiental en la bahía durante los24 días inmediatamente después de la eclosión. Nuestras estimaciones de las tasas de crecimiento enel laboratorio fueron comparables a valores reportados previamente para larvas de aleta amarilla deedades similares criadas en el laboratorio, pero más bajas que las tasas de crecimiento reportadas paralarvas capturadas en el mar. La discrepancia entre las tasas de crecimiento en el laboratorio y el marpodría estar asociada con condiciones subóptimas de crecimiento en el lab